Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von einer nicht genannten Behörde nach dem deutschen Tierschutzgesetz genehmigt. Die Versuche finden demzufolge vermutlich am einzigen beteiligten Institut mit Sitz in Deutschland statt, dem ITEM in Hannover, eine Einrichtung, die solche Studien als „Service“ anbietet. Die Ratten der Wistar-Zuchtlinie stammen aus der Versuchstierzucht Charles River, Sulzfeld. Die Tiere werden einzeln in Käfigen gehalten und über einen Zeitraum von 4 Wochen an die Versuchsapparatur gewöhnt, die aus einer engen Röhre besteht in welcher sich vorn eine Öffnung befindet, durch die nur die Nase der Tiere herausschaut.

Über Nacht werden männliche und weibliche Tiere zusammengesetzt, damit sie sich paaren. Der Erfolg der Paarung wird durch einen Vaginalabstrich bestätigt. Die Tiere werden über einen Zeitraum von 20 Tagen für 6 Stunden am Tag in der Versuchsapparatur fixiert in der sie über die Nase verschiedene Konzentrationen von Bitumendämpfen einatmen. Die hohen Konzentrationen sind dabei um den Faktor 100 höher als die Konzentrationen, denen ein Arbeiter typischerweise beim Asphaltieren ausgesetzt wird.

Am 21. Tag nach der Paarung werden die Ratten mit Kohlendioxid getötet und ausgeblutet. Von Kohlendioxid ist bekannt, dass es zu Atemnot führt und Schmerzen verursachen kann. Verschiedene Organe werden entnommen, gewogen und untersucht. Bei den Tieren, die mittlere oder hohe Konzentrationen der Dämpfe eingeatmet haben, zeigt sich eine verminderte Gewichtszunahme und zum Teil Veränderungen im Kehlkopf und der Lunge. Die Gebärmütter werden entfernt und die darin enthaltenen Föten, welche in wenigen Tagen geboren worden wären, werden gezählt und untersucht. Insgesamt werden dabei 1130 Föten begutachtet. Bei den Föten deren Mütter höhere Konzentrationen von Bitumendämpfen eingeatmet haben, weisen ein vermindertes Gewicht auf. Bei einem Teil der Föten werden Einblutungen unter der Haut festgestellt, einem Fötus fehlt der Schwanz.

Bereich: Toxikologie, Reproduktionsforschung

Originaltitel: Prenatal developmental toxicity studies on fumes from bitumen in the rat

Autoren: Peter J. Boogaard (1,9)*, Jochen Buschmann (2,3), Rainer Fuhst (3), Katharina Blümlein (3), Katharina Schwarz (3), Dirk Schaudien (3), Wolfgang Koch (3), Christine McAlinden (4), Lize Deferme (5,9), Mathieu Vaissiere (6,8), Hans B. Ketelslegers (7), Anna Steneholm (8,9)

Institute: (1) Shell Health, Shell International Bv, PO Box 162, Den Haag, 2501 AN, Niederlande, (2) General and Reproductive Toxicology Consultancy, Hannover, (3) Fraunhofer-Institut für Toxikologie und Experimentelle Medizin (ITEM), Nikolai-Fuchs-Straße 1, 30625 Hannover, (4) toXcel International, Ledbury, Großbritannien, (5) ExxonMobil Petroleum and Chemical Bv, Machelen, Belgien, (6) Total, 24 Cours Michelet, Puteaux, Frankreich, (7) CONCAWE, Brüssel, Belgien, (8) Nynas AB, Stockholm, Schweden, (9) Toxicology Group in CONCAWE, Brüssel, Belgien

Zeitschrift: Reproductive Toxicology 2021; 99: 15-26

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5327

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Niedersächsischen Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit (LAVES) unter der Nummer 33.12-42502-04-15/1854 genehmigt. Die weiblichen Ratten der Zuchtlinie Sprague-Dawley stammen aus der Versuchstierzucht Charles River Laboratories (Sulzfeld). Die Ratten erhalten für mindestens 7 Tage Antibiotika. Anschließend werden die Tiere in Narkose versetzt und das Zahnfleisch wird beidseits vor dem ersten Backenzahn des Oberkiefers aufgeschnitten. Der freigelegte Oberkieferknochen wird angebohrt und ein schraubenförmiges Titanimplantat in den Kiefer geschraubt. Die Implantate werden mit Schleimhaut bedeckt und die Wunden vernäht. Sechs Wochen nach dem Einsetzen der Implantate werden die Tiere erneut in Narkose versetzt und die über dem Implantat gewachsene Schleimhaut wird aufgeschnitten und an dem Implantat werden Kappen festgeschraubt, die das erneute Überwachsen mit Schleimhaut verhindern. Nach zwei Wochen werden die Tiere wieder in Narkose versetzt, die Kappe wird entfernt und durch die endgültige Implantatabdeckung ersetzt. Die Ratten erhalten weiterhin Antibiotika bis 2 Wochen nach Einsetzen der endgültigen Abdeckung, um die bakterielle Flora der Ratten zu unterdrücken und eine Infektion der Implantate zu verhindern. Die Antibiotika-Gabe erfolgt oral – bei Ratten erfolgt dies üblicherweise mit einer Schlundsonde direkt in den Magen. Anschließend werden die Ratten in zwei Gruppen unterteilt. Eine Gruppe erhält über einen Zeitraum von 7 Wochen weiterhin Antibiotika. Die andere Gruppe erhält keine Antibiotika und stattdessen eine Mischung aus verschiedenen Keimen die im menschlichen Mund vorkommen und von denen bekannt ist, dass sie sich an Implantaten anheften können und zur Entstehung von Infektionen beitragen. Die Keime werden für 6 Wochen an 5 Tagen in der Woche mit einer Pipette direkt in den Mund verabreicht, anschließend erhalten die Tiere dieser Gruppe für eine Woche lang weder Keime noch Antibiotika. Drei Tiere sterben während der Versuche, zwei von ihnen durch Komplikationen während der Narkosen, ein Tier wird getötet, weil sich sein Zustand während der Versuche verschlechtert. Ein weiteres Tier verliert während der Versuche beide Implantate und wird daher vermutlich ebenfalls getötet. Die verbleibenden Tiere werden erneut in Narkose versetzt. Die Implantate und das umgebende Gewebe werden von einem Zahnarzt begutachtet, der bei 4 von 6 Ratten, die menschliche Keime erhalten haben, eine Entzündung der Implantationsstelle feststellt. Die Tiere erwachen nicht mehr aus der Narkose, sondern werden mit einer Überdosis Narkosemittel getötet. Die Implantatabdeckungen und die Schrauben mit denen sie befestigt waren werden entfernt und es wird untersucht, welche Keime sich auf ihren Oberflächen angesiedelt haben.

Die Arbeiten wurden durch die Firma Brasseler GmbH & Co. KG (Lemgo), das Bundesministerium für Bildung und Forschung, das Niedersächsische Ministerium für Wissenschaft und Kultur (MWK) und die Volkswagenstiftung gefördert.

Bereich: Zahnmedizin, Kieferchirurgie, Implantologie

Originaltitel: Evaluation of biofilm colonization on multi?part dental implants in a rat model

Autoren: Eva Blank (1,3)*, Jasmin Grischke (1,3), Andreas Winkel (1,3), Joerg Eberhard (2), Nadine Kommerein (1,3), Katharina Doll (1,3), Ines Yang (1,3), Meike Stiesch (1,3)

Institute: (1) Klinik für Zahnärztliche Prothetik und Biomedizinische Werkstoffkunde, Medizinische Hochschule Hannover (MHH), Carl-Neuberg-Str. 1, 30625 Hannover, (2) The University of Sydney Dental School & The Charles Perkins Centre, Faculty of Medicine and Health, The University of Sydney, Sydney, Australien, (3) Niedersächsisches Zentrum für Biomedizintechnik, Implantatforschung und Entwicklung (NIFE), Stadtfelddamm 34, 30625 Hannover

Zeitschrift: BMC Oral Health 2021; 21:313

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5326

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von einer Behörde (Pest country government department for food safety and animal health) in Ungarn unter der Nummer 1112/000/2003 genehmigt und finden unter deutscher Federführung an der Semmelweis-Universität Budapest, Ungarn, statt.

Die Schweine sollen sich 2 Wochen eingewöhnen, dann wird die Operation durchgeführt. Dazu wird den Schweinen ein Narkosemittel gespritzt, zusätzlich wird ihnen ein lokales Schmerzmittel in die Stirn injiziert. Stirnhaut und Knochenhaut werden aufgeschnitten und es werden acht Löcher mit 12 mm Durchmesser im Abstand von mindestens 1 cm voneinander in den Schädel gebohrt. Wenn die künstlichen Knochendefekte nicht ganz gleichmäßig gebohrt werden, wird mit einem Meißel nachgearbeitet. In die Knochenlöcher werden 12 mm lange Titanröhrchen geschoben, die innen hohl sind und befüllt werden. Zwei Knochenlöcher werden nicht gefüllt und dienen als Kontrolle, die anderen sechs werden mit einem Knochenersatzmaterial aus Rinderknochen gefüllt. Bei drei der gefüllten Titanröhrchen-Löcher und einer der beiden „leeren“ Kontroll-Löchern wird die Knochenhaut nicht weggeschnitten. Die anderen Löcher werden mit einer Kollagen-Membran (tierischer Ursprung) verschlossen. Die Stirnhaut wird wieder zugenäht. Die Tiere erhalten 3 Tage lang Antibiotika. Nach 4, 8 und 12 Wochen werden jeweils 6 zufällig ausgewählte Schweine mit einer injizierten Substanz, die einen Herzstillstand auslöst, getötet. Für die Untersuchungen wird der Stirnbereich mit den Löchern und den Titanröhrchen aus dem Schädel geschnitten.

Die Experimente wurden von der Geistlich Pharma AG, Wolhusen (Schweiz) gefördert.

Bereich: Kieferorthopädie, Biomaterialforschung

Originaltitel: A new standardized critical size bone defect model in the pig forehead for comparative testing of bone regeneration materials

Autoren: Tobias Moest (1)*, Karl Andreas Schlegel (1), Marco Kesting (1), Matthias Fenner (1), Rainer Lutz (1), Daniele Machado Beck (1), Emeka Nkenke (2), Cornelius von Wilmowsky (1)

Institute: (1) Mund-, Kiefer- und Gesichtschirurgische Klinik, Universitätsklinikum Erlangen-Nürnberg, Glückstraße 11, 91054 Erlangen, (2) Universitätsklinik für Mund-, Kiefer- und Gesichtschirurgie, Universitätsklinken der MedUni Wien / AKH Wien, Wien, Österreich

Zeitschrift: Clinical Oral Investigations 2020; 24(5):1651-1661

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5325

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von der Regierung Unterfranken genehmigt. Mäuse werden erworben von Charles River Laboratories (Sulzfeld) und Janvier Deutschland sowie zur Verfügung gestellt von der Dermatologie FAU Erlangen, vom Scripps Research Institute, La Jolla (USA) und vom RIKEN Institute, Tokyo (Japan).

Bei 8 Wochen alten weiblichen Mäusen wird durch die Injektion eines Substanzgemischs bestehend aus einer Mineralöl-Emulsion (Freunds Adjuvans) und abgetöteten Tuberkulosebakterien in die Schwanzvene eine Arthritis verursacht. Nach 21 Tagen wird die Lösung erneut gespritzt. Die Tiere werden auf Pfotenschwellung und Rötung sowie Griffkraft dreimal wöchentlich untersucht. Die Griffkraft wird üblicherweise getestet, in dem die Maus mit den Vorderpfoten an einen Draht gehängt wird und die Zeit gemessen wird, bis sie sich nicht mehr halten kann und herunterfällt.

Eine Art Arthritis wird noch auf zwei anderen Wegen erzeugt, indem eine andere Lösung in die Bauchhöhle gespritzt wird. Die entstehende Pfotenschwellung an Vorder- und Hinterbeinen wird dreimal die Woche kontrolliert.

Andere Mäuse bekommen ein Narkosemittel gespritzt sowie zwei Injektionen in die Schwanzwurzel, zudem zusätzlich das Gift von Keuchhustenbakterien in die Bauchhöhle und zwei Tage später noch einmal dieses Gift. Dadurch wird eine Autoimmunenzephalitis ausgelöst, d.h. eine Gehirnentzündung die durch die körpereigene Immunabwehr verursacht wird. Diese Mäuse werden täglich auf Lähmungserscheinungen untersucht. Leiden sie an vollständiger Lähmung aller vier Extremitäten, werden sie getötet.

Die Mäuse werden mittels bildgebenden Verfahren untersucht, welches Gewebe und Knochen abbildet. Es ist nicht erwähnt, aber i.d.R. werden Tiere für diese Prozedur in Narkose versetzt, damit sie sich nicht bewegen. Die Mäuse werden nach einiger Zeit getötet, da die Pfotenknochen isoliert und für weitere Untersuchungen verwendet werden. Ebenso werden Milz, Lymphknoten und Knochenmark entnommen und es werden Untersuchungen damit gemacht.

Andere gentechnisch veränderte weibliche 8 Wochen alte Mäuse werden entweder mit Zuckerwasser, einer Alkohol-Zucker-Lösung oder einer Acetat-Lösung gefüttert. Alle 3 Tage wird das Fütterungsschema gewechselt. Eine Woche und 3 Wochen nach diesen Fütterungen bekommen die Mäuse eine Lösung gespritzt, die eine Immunsystem-Reaktion hervorrufen soll. Diese Mäuse werden dann mit einem Schnupfenvirus infiziert, indem sie unter Narkose die aktiven Viren durch die Nase verabreicht bekommen. Täglich werden sie auf Gewichtsverlust geprüft.

14 Tage nach der Infektion werden sie getötet und die Lungen ausgespült und diese und die Milz herausgeschnitten.

Weitere gentechnisch veränderte weibliche 8 Wochen alte Mäuse werden entweder mit Zuckerwasser, einer Alkohol-Zucker-Lösung oder einer Acetat-Lösung über 3 Wochen gefüttert. Nach 2 Wochen wird ein Darmdurchlässigkeitstest gemacht, indem den Mäusen 4 Stunden das Futter entzogen wird und sie durch eine Schlundsonde eine Zuckerlösung bekommen. 4 Stunden später wird Blut abgenommen. Eine Woche später werden sie getötet und die Milz entnommen.

Zwei verschiedene Arten von gentechnisch veränderten Mäusen werden immunisiert und nach einer Woche getötet, um die Milz herauszuschneiden und mit den Zellen weitere Untersuchungen zu machen.

Die Studie wurde von der Deutschen Forschungsgemeinschaft (DFG), dem Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF), der Europäischen Union und der Innovative Medicines Initiative (IMI) gefördert.

Bereich: Alkoholforschung, Rheumaforschung

Originaltitel: Ethanol consumption inhibits T FH cell responses and the development of autoimmune arthritis

Autoren: Vugar Azizov (1,2), Katharina Dietel (1,2), Franziska Steffen (1,2), Kerstin Dürholz (1,2), Julia Meidenbauer (1,2), Sébastien Lucas (1,2), Michael Frech (1,2), Yasunori Omata (1,2), Narges Tajik (1,2), Lisa Knipfer (3), Anne Kolenbrander (4), Silvia Seubert (5,6), Dennis Lapuente (7), Maria V. Sokolova (1,2), Jörg Hofmann (8), Matthias Tenbusch (7), Andreas Ramming (1,2), Ulrike Steffen (1,2), Falk Nimmerjahn (9), Ralf Linker (6), Stefan Wirtz (3), Martin Herrmann (1,2), Vladimir Temchura (7), Kerstin Sarter (1,2), Georg Schett (1,2), Mario M. Zaiss (1,2)*

Institute: (1) Medizinische Klinik 3, Rheumatologie und Immunologie, Friedrich-Alexander-Universität Erlangen-Nürnberg (FAU) und Universitätsklinikum Erlangen, Ulmenweg 18, 91054 Erlangen, (2) Deutsches Zentrum für Immuntherapie (DZI), Erlangen, (3) Lehrstuhl für Innere Medizin 1, FAU, Erlangen, (4) Molekulare und Medizinische Virologie, Ruhr-University, Bochum, (5) Neurologische Klinik, FAU, Erlangen, (6) Klinik und Poliklinik für Neurologie, Universitätsklinikum Regensburg, Regensburg, (7) Klinische und Molekulare Virologie, Universitätsklinikum Erlangen, Erlangen, (8) Lehrstuhl für Biochemie, Department Biologie, FAU, Erlangen, (9) Lehrstuhl für Genetik, Department Biologie, FAU, Erlangen

Zeitschrift: Nature Communications 2020; 11:1998

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5324

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Regierungspräsidium Mittelfranken unter der Nummer 54-2532.1-02/13 genehmigt. 10 bis 12 Wochen alte männliche Gerbils stammen von Charles River Laboratories. Zunächst werden die Tiere an die Prozeduren gewöhnt. Es werden Basismessungen durchgeführt, die ca. eine Stunde dauern. Diese beinhalten u.a. einen sog. „Schreckreiz“, einen lauten Ton, der zu einem Zusammenzucken der Tiere führen kann, was als Nachweis für einen vorhandenen Tinnitus gewertet wird.

Weitere Messungen der Tiere werden unter Narkose durchgeführt. Dafür werden drei Silberelektroden hinter einem Ohr, auf den Kopf zwischen den Ohren und in den Schwanz gestochen.

Eine Woche nach den Testungen erhalten die Tiere erneut eine Narkosespritze. 15 Gerbils werden vor einen Lautsprecher gelegt und ein Ohr wird 75 Minuten mit 115 Dezibel (zum Vergleich: eine Kettensäge produziert ungefähr 110 Dezibel) beschallt, was zu einem „milden“ Hörtrauma führt. Das andere Ohr ist mit einem Ohrstöpsel verschlossen, der den Lärm um ca. 20 Dezibel dämpft. Bei 4 Gerbils wird ein Scheintrauma auf gleiche Weise, aber mit 65 Dezibel, erzeugt.

3-5 Tage nach dem Hörtrauma wird der Schreckreiz-Test mit allen Tieren durchgeführt. 13 Tage nach dem Trauma wird ein möglicherweise permanenter Tinnitus bei allen 19 Gerbils mittels Schreckreiz-Test festgestellt. 14 Tage nach dem Trauma werden die Gerbils getötet, die Hörschnecken werden herausgeschnitten und weiter untersucht.

Die Ergebnisse wurden bereits vorher mit ähnlichen Experimenten an Mäusen gewonnen.

Bereich: Hörforschung, Neuropathologie

Originaltitel: Tinnitus development is associated with synaptopathy of inner hair cells in Mongolian gerbils

Autoren: Konstantin Tziridis (1)*, Jan Forster (1), Isabelle Buchheidt-Dörfler (1), Patrick Krauss (1), Achim Schilling (1), Olaf Wendler (2), Elisabeth Sterna (2), Holger Schulze (1)

Institute: (1) Experimentelle HNO-Heilkunde / Neurowissenschaftliches Labor, HNO-Klinik, Friedrich-Alexander-Universität Erlangen-Nürnberg (FAU), Waldstraße 1, 91054 Erlangen, (2) HNO-Klinik, Friedrich-Alexander-Universität Erlangen-Nürnberg (FAU), Erlangen

Zeitschrift: European Journal of Neuroscience 2021; 54(3): 4768-4780

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5323

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Regierungspräsidium Karlsruhe genehmigt. Die wenige Wochen alten Schweine werden mit einer Narkosemittel-Mischung in Narkose versetzt, sie werden intubiert und beatmet, Herzrate, Sauerstoffsättigung und Rektaltemperatur werden gemessen.

Im Bereich der Oberschenkel wird ein 6 cm langer Schnitt gemacht und ein bestimmter Nerv freigelegt. Die Signale dieses Nervs werden mit Elektroden aufgezeichnet. Andere Elektroden werden durch die Haut gestochen, um elektrische Signale abzugeben, deren Signale von den anderen Elektroden am Nerv aufgezeichnet werden. Die Haut am Hinterbein wird mechanisch gereizt, indem verschieden dicke Plastikfasern auf die Haut gedrückt werden.

Parallel werden ähnliche Experimente mit freiwilligen Probanden durchgeführt. Man kommt zu dem Ergebnis, dass die Rezeptoren bei Menschen ein anderes Aktivitätsmuster zeigen als bei Schweinen.

Die Experimente wurden von der Deutschen Forschungsgemeinschaft (DFG) und dem Interdisziplinären Zentrum für Klinische Forschung (IZKF) der RWTH Aachen gefördert.

Bereich: Schmerzforschung, Neurologie

Originaltitel: Slow depolarizing stimuli differentially activate mechanosensitive and silent C nociceptors in human and pig skin

Autoren: Roman Rukwied (1), Christian Thomas (1), Otilia Obreja (1), Fiona Werland (1), Inge Petter Kleggetveit (3), Ellen Jorum (2), Richard W. Carr (1), Barbara Namer (4, 5), Martin Schmelz (1)*

Institute: (1) Experimentelle Schmerzforschung, Medizinische Fakultät Mannheim der Universität Heidelberg, Ludolf-Krehl-Straße 13-17, 68167 Mannheim, (2) Department of Neurology, Oslo University Hospital, University of Oslo, Rikshospitalet, Oslo, Norwegen, (3) Section of Clinical Neurophysiology, Department of Neurology, Oslo University Hospital, Oslo, Norwegen, (4) Institut für Physiologie und Pathophysiologie, Friedrich-Alexander-Universität Erlangen-Nürnberg, Erlangen, (5) Interdisziplinäres Zentrum für Klinische Forschung (IZKF), Medizinische Fakultät, RWTH, Aachen

Zeitschrift: Pain 2020; 161(9): 2119-2128

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5322

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Regierungspräsidium Karlsruhe genehmigt. 3 wenige Tage alten Ferkeln wird ein Narkosemittel gespritzt, dann werden sie mit einer Überdosis Beruhigungsmittel, welches direkt durch die Brustwand in die Herzkammer gespritzt wird, getötet. Die Wirbelsäule wird herausgeschnitten, in Lösung gelegt und die Nervenzellen der Wirbelsäule für weitere Experimente herausgelöst. Mäuse werden mit CO2 bewusstlos gemacht und dann mittels Genickbruch getötet. Die Wirbelsäule wird herausgeschnitten und die Nervenzellen der Wirbelsäule werden herausgelöst.

21 Schweine werden mit einer Narkosemittel-Mischung in Narkose versetzt, sie werden intubiert und beatmet, Herzrate, Sauerstoffsättigung und Rektaltemperatur werden gemessen. Im Bereich der Oberschenkel wird ein 6 cm langer Schnitt gemacht und ein bestimmter Nerv freigelegt. Die Signale dieses Nervs werden mit Elektroden aufgezeichnet, während die Haut am Hinterbein mechanisch (durch Quetschen der Haut und mit unterschiedlich dicken Kunststofffasern) sowie durch Kälte (Eiswürfel verbleibt für 60 Sekunden auf der Haut) gereizt wird. Nadeln werden in die Nähe der Elektroden durch die Haut gestochen, die elektrische Signale abgeben, die von den Elektroden empfangen werden sollen. Dann wird ein verdünntes Nervengift, das sich auf die Signalübertragung von Nervenzellen auswirkt, in diesen Bereich gespritzt und die Messungen werden leicht variiert wiederholt. Was nach den Experimenten mit den Schweinen passiert, ist nicht beschrieben.

Eines der Ergebnisse aus dem In vivo-Versuch wurde bereits 2016 bei einem Schmerzpatienten beschrieben.

Die Experimente wurden von der Deutschen Forschungsgemeinschaft gefördert.

Bereich: Schmerzforschung, Neurologie

Originaltitel: TTX-resistant sodium channels functionally separate silent from polymodal C-nociceptors

Autoren: Robin Jonas (1), Vincenzo Prato (2), Stefan G. Lechner (2), Gerbrand Groen (3), Otilia Obreja (1), Fiona Werland (1), Roman Rukwied (1), Andreas Klusch (1), Marlen Petersen (1), Richard W. Carr (1), Martin Schmelz (1)*

Institute: (1) Experimentelle Schmerzforschung, Medizinische Fakultät Mannheim der Universität Heidelberg, Ludolf-Krehl-Straße 13-17, 68167 Mannheim, (2) Pharmakologisches Institut, Universität Heidelberg, Heidelberg, (3) Department of Anesthesiology, Groningen University, Groningen, Niederlande

Zeitschrift: Frontiers in Cellular Neuroscience 2020; 14(13)

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5321

Versuchsbeschreibung: Genehmigt werden die Versuche vom Regierungspräsidium Leipzig (Referenznr. TVV 18/14). Es werden db/db-Mäuse für die Versuche eingesetzt. Diese Mauslinie hat eine spontane genetische Mutation, die dazu führt, dass die Mäuse sehr viel Fett ansetzen und starkes Übergewicht entwickeln. Im Zusammenhang damit haben sie auch diverse Stoffwechselprobleme und Krankheitssymptome. db/db-Mäuse sind ein gängiges „Modell“ für Typ 2-Diabetes und für Fettleibigkeit beim Menschen.

Die Mäuse werden in zwei Gruppen unterteilt. Den Mäusen der einen Gruppe wird täglich über 21 Tage die Substanz COMP-Ang-1 in die Bauchhöhle gespritzt, deren antidiabetischer Effekt untersucht werden soll, die Mäuse der anderen Gruppe erhalten auf dieselbe Weise als Kontrolle eine Kochsalzlösung. 3 Tage nach der letzten Behandlung werden 10 Mäuse die ganze Nacht gefastet (Futterentzug) und danach einem sogenannten euglykämisch-hyperinsulinämischem Clamp unterzogen. Hierbei werden die Tiere zunächst durch eine Spritze in die Bauchhöhle betäubt und ein Venenkatheter wird gelegt, danach erhalten sie eine weitere Spritze mit einem Opiat (Schmerzmittel) in die Bauchhöhle. 3 Tage später wird den Mäusen erneut die ganze Nacht das Futter entzogen und sie erhalten durch den Katheter eine Lösung mit menschlichem Insulin. Anschließend erhalten die Tiere durch den Katheter 40 Minuten lang eine radioaktive Glukoselösung und nach 5, 10, 15, 25, 35, und 45 Minuten wird ihnen Blut abgenommen. Danach werden alle Tiere getötet und Organe entnommen, um weitere Analysen daran vorzunehmen.

Die Arbeiten wurden finanziell von der Deutschen Diabetes-Stiftung unterstützt.

Bereich: Diabetesforschung

Originaltitel: COMP-Ang-1 improves glucose uptake in db/db mice with type 2 diabetes

Autoren: Petra Baum (1), Sabine Paeschke (2), Nora Klöting (3,4), Matthias Blüher (3), Matthias Kern (3), Heike Serke (5), Marcin Nowicki (2), Joanna Kosacka (1,3)*

Institute: (1) Klinik für Neurologie, Universität Leipzig, Leipzig, (2) Institut für Anatomie, Universität Leipzig, Leipzig, (3)* Medizinische Fakultät, Universität Leipzig, Liebigstr. 21, 04103 Leipzig, (4) Helmholtz-Institut für Metabolismus-, Adipositas- und Gefäßforschung, Leipzig, (5) Center of Biomedicine and Medical Technology Mannheim (CBTM), Anatomie und Entwicklungsbiologie, Universität Heidelberg, Mannheim

Zeitschrift: Hormone and Metabolic Research 2020; 52(9): 685-688

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5320

Versuchsbeschreibung: Genehmigt werden die Versuche vom Regierungspräsidium Leipzig (Referenznr. TVV 02/17 für Mäuse und Ratten und TVV 56/15 für Schafe). Die Mäuse und Ratten entstammen der Versuchstierzucht Charles River (Sulzfeld). Die Schafe kommen aus dem Lehr? und Versuchsgut Leipzig der Universität Leipzig. Bei den betäubten Mäusen wird operativ ein Faden durch einen Schnitt in eine Halsarterie eingebracht und bis zu einer Gehirnarterie vorgeschoben, was zu deren Verschluss und somit zum Schlaganfall führt. Der Faden wird in dieser Position belassen und die Wunden am Hals werden zugenäht. Die Tiere werden entweder nach 4, 24 oder 72 Stunden getötet, um weitere Analysen an ihren Gehirnen durchzuführen.

Die Ratten werden ebenfalls betäubt und es wird operativ ein Schlauch durch einen Schnitt in eine Halsarterie in eine Gehirnarterie eingebracht, durch den ein Gerinnsel eingeführt wird, welches das Blutgefäß verstopft und so zum Schlaganfall führt. Nach einer 24-stündigen Beobachtungsperiode werden die Ratten getötet. Das „erfolgreiche“ Erzielen des Schlaganfalls wird bei den Mäusen und Ratten durch die Beobachtung neurologischer Defizite (z.B. im Kreis drehen) nachgewiesen. Die Tötung der Nagetiere erfolgt durch Injektion von Formaldehyd ins Herz, vermutlich unter vorheriger Betäubung.

Die Schafe werden narkotisiert und in einer Gehirnoperation wird das linke Schläfenbein freigelegt und mit einem Bohrer ein Loch hineingebohrt. Die harte Hirnhaut wird eingeschnitten und die mittlere Gehirnschlagader wird durch elektrochirurgische Gerinnung verschlossen, indem eine Klemme auf die Ader gesetzt wird, die mit elektrischem Strom durchflossen wird. Dadurch wird ein Schlaganfall ausgelöst, der durch Magnetresonanztomographie nachgewiesen wird. Die Tiere werden 2 Wochen lang beobachtet und dann auf nicht genannte Weise getötet. Zudem wird in der Studie menschliches Schlaganfallgewebe untersucht und mit den Ergebnissen aus den Tierversuchen verglichen.

Die Arbeiten wurden finanziell unterstützt von der Deutschen Forschungsgemeinschaft (DFG) und vom Europäischen Sozialfonds.

Bereich: Schlaganfallforschung

Originaltitel: Increased immunosignals of collagen IV and fibronectin indicate ischemic consequences for the neurovascular matrix adhesion zone in various animal models and human stroke tissue

Autoren: Dominik Michalski (1)*, Emma Spielvogel (1,2), Joana Puchta (2,3), Willi Reimann (1,2), Henryk Barthel (4), Björn Nitzsche (4,5), Bianca Mages (6), Carsten Jäger (2), Henrik Martens (7), Anja K. E. Horn (8), Stefan Schob (3), Wolfgang Härtig (2)

Institute: (1) Klinik für Neurologie, Universität Leipzig, Liebigstr. 20., 04103 Leipzig, (2) Paul Flechsig Institut für Hirnforschung, Universität Leipzig, Liebigstr. 20, 04103 Leipzig, (3) Institut für Neuroradiologie, Universität Leipzig, Leipzig, (4) Klinik und Poliklinik für Nuklearmedizin, Universität Leipzig, Leipzig, (5) Institut für Anatomie, Histologie und Embryologie, Veterinärmedizinische Fakultät, Universität Leipzig, Leipzig, (6) Institut für Anatomie, Universität Leipzig, Leipzig, (7) Synaptic Systems GmbH, Göttingen, (8) Institut für Anatomie und Zellbiologie I und Deutsches Schwindel- und Gleichgewichtszentrum, Ludwig-Maximilians-Universität, München

Zeitschrift: Frontiers in Physiology 2020; 11:575598

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5319

Versuchsbeschreibung: Genehmigt werden die Versuche vom Regierungspräsidium Leipzig (Referenznr. TVV38/11). Die Schweine stammen ursprünglich von einer konventionellen Schweinezuchtfarm und wurden am Großtierklinikum der veterinärmedizinischen Fakultät der Universität Leipzig gehalten. Für dieses Paper werden Daten aus einem früheren Experiment ausgewertet.

Unter Narkose werden bei den Tieren operativ Katheter in die Zentralvene, Zentralarterie, Lungenschlagader und Blase implantiert. Während des gesamten Experiments sind die Tiere betäubt und werden künstlich beatmet. Eine standardisierte Brustkorbverletzung wird experimentell hervorgerufen. Hierzu werden die Schweine auf die linke Seite gelegt und durch ein Rohr wird aus 1,80 m Höhe ein 10 kg schweres Gewicht auf die rechte Brustkorbhälfte fallen gelassen. Im Anschluss wird eine Computertomografie durchgeführt und Brustdrainagen eingebracht. Trotzdem kommt es zur dauerhaften Bildung von Pneumothorax, also lebensbedrohlichen Lufteinschlüssen zwischen Rippen- und Lungenfell, wodurch die Lunge stellenweise in sich zusammenfällt. Nach Auslösen des Brustkorbtraumas werden die Schweine in drei Gruppen unterteilt und 24 Stunden lang drei verschiedenen Beatmungs-Strategien unterzogen. Mittels bildgebender Verfahren (Elektrische Impedanz-Tomografie) wird die Lunge vermessen und die Daten anschließend ausgewertet. Nach dem Experiment werden alle Schweine durch eine Spritze getötet.

Bereich: Traumatologie, Lungenforschung

Originaltitel: Detection of posttraumatic pneumothorax using electrical impedance tomography—An observer-blinded study in pigs with blunt chest trauma

Autoren: Felix Girrbach (1,2)*, Tobias Landeck (2), Dominic Schneider (2), Stefan U. Reske (3), Gunther Hempel (1), Sören Hammermüller (1), Udo Gottschaldt (4), Peter Salz (2), Katharina Noreikat (1), Sebastian N. Stehr (1), Hermann Wrigge (5), Andreas W. Reske (1,2,4)

Institute: (1)* Klinik und Poliklinik für Anästhesiologie und Intensivtherapie, Universität Leipzig, Liebigstr. 20, 04103 Leipzig, (2) Innovation Center Computer Assisted Surgery (ICCAS), Universität Leipzig, Leipzig, (3) Heinrich-Braun-Klinikum Zwickau, Abteilung für Radiologie, Zwickau, (4) Heinrich-Braun-Klinikum Zwickau, Abteilung für Anästhesiologie und Intensivtherapie, Zwickau, (5) Klinik für Anästhesiologie, Intensiv- und Notfallmedizin, Schmerztherapie, Klinikum Bergmannstrost Halle, Halle

Zeitschrift: PLoS One 2020; 15(1)

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5318