Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden unter der Nummer 0086/20 vom Landesamt für Gesundheit und Soziales Berlin genehmigt. Die Versuche finden am Institut für Virologie der Freien Universität Berlin statt. Es werden drei Hamsterarten (Roborowski-Zwerghamster, Campbell-Zwerghamster und Dsungarische Zwerghamster) mit je 22-24 weiblichen und männlichen Tieren im Alter von 5 bis 7 Wochen verwendet. Die Tiere stammen aus einer Zoohandlung in Deutschland.

Die Hamster werden in Gruppen von 6 Tieren pro Käfig gehalten. Tiere jeder Art werden in zwei Gruppen mit je 10-12 Hamstern aufgeteilt. Unter Narkose wird mit einer Pipette eine Flüssigkeit in die Nase gesprüht. Bei der ersten Hamster-Gruppe beinhaltet die Flüssigkeit SARS-CoV-2 Coronaviren. Bei der zweiten Gruppe (Kontroll-Gruppe) ist die Flüssigkeit virenfrei. Vor der Infektion sowie täglich über 14 Tage danach werden alle Hamster gewogen und die Körpertemperatur von mindestens 3 Hamstern pro Gruppe wird erfasst. Zwei, 3, 5 und 14 Tage nach dem Infektionsversuch werden je 3 Tiere pro Gruppe zufällig oder aufgrund eines schlechten Gesundheitszustands durch Ausbluten unter Narkose getötet. Ein schlechter Gesundheitszustand wird angenommen bei einem Verlust von über 15% des Körpergewichts über 2 Tage oder von über 20% am Messzeitpunkt. Die mit dem Coronavirus infizierten Roborowski-Zwerghamster verlieren schon nach drei Tage durchschnittlich 20% ihres Gewichts und ihre Körpertemperatur nimmt drastisch ab. Bei diesen Tieren zeigen sich deutliche Anzeichen einer klinischen Erkrankung, einschließlich Schnupfen, Atemnot, Apathie und gekräuseltes Fell. Alle Roborowski-Zwerghamster von der SARS-CoV-2 Gruppe werden am dritten Tag nach der Infektion getötet.

Drei Roborowski-Zwerghamster der Kontroll-Gruppe werden mit ca. 5% der vorher benutzten Coronavirus-Menge infiziert. Diese Tiere nehmen fast so schnell wie die vorher infizierten Hamster ab, bekommen Atemnot und müssen 4 oder 5 Tage nach der Infektion wegen eines schlechten Gesundheitszustandes getötet werden. Nur kurzfristige und variable Schwankungen bei Körpertemperatur und Gewicht werden bei den infizierten Dsungarischen Zwerghamstern beobachtet und die infizierten Campbell-Zwerghamster zeigen überhaupt keine Krankheitssymptome. 14 Tage nach der Infektion werden alle noch lebenden Tiere unter Narkose entblutet. Es werden Blut-, Atemwege- und andere Gewebeproben für weitere Analysen entnommen.

Diese Arbeit wurde von der Deutschen Forschungsgemeinschaft und von zweckgebundenen COVID-19-Fördergeldern der Freien Universität Berlin finanziell unterstützt.

Bereich: Infektionsforschung, Virologie

Originaltitel: The Roborovski dwarf hamster is a highly susceptible model for a rapid and fatal course of SARS-CoV-2 infection

Autoren: Jakob Trimpert (1)*, Daria Vladimirova (1), Kristina Dietert (2,3), Azza Abdelgawad (1), Dusan Kunec (1), Simon Dökel (2), Anne Voss (2), Achim D. Gruber (2), Luca D. Bertzbach (1,5), Nikolaus Osterrieder (1,4,5)

Institute: (1) Institut für Virologie, Freie Universität Berlin, Robert-von-Ostertag-Str. 7-13, Gebäude 35, 14163 Berlin, (2) Institut für Tierpathologie, Freie Universität Berlin, Berlin, (3) Tiermedizinisches Zentrum für Resistenzforschung, Freie Universität Berlin, Berlin, (4) Jockey Club College of Veterinary Medicine and Life Sciences, City University of Hong Kong, Kowloon, Hong Kong

Zeitschrift: Cell Reports 2020; 33: 108488. doi: 10.1016/j.celrep.2020.108488

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5253

Versuchsbeschreibung: Es werden Ratten der Zuchtlinie Sprague Dawley von der Zuchtfirma Charles River verwendet, außerdem neugeborene Mäuse ungenannter Herkunft. Die Mäuse werden getötet, um aus Nervenzellen ihres Gehirns Zellkulturen zu machen. Bei den Ratten wird zunächst unter Narkose eine Dauerkanüle in einen bestimmten Hirnbereich implantiert und am Schädelknochen befestigt (nicht beschrieben). Außerdem wird ein Katheter (Plastikschlauch) in eine Halsvene gelegt. Das eine Ende wird bis zum Herzen vorgeschoben und das andere Ende wird unter der Haut bis zwischen die Schulterblätter gelegt, wo der Schlauch nach außen tritt. Dieser wird verwendet um bei den Experimenten Kokain zu verabreichen.

Die Ratten werden süchtig gemacht, indem sie täglich 6 Stunden in einer Box verbringen müssen, wo es zwei Löcher in der Wand gibt. Steckt die Ratte ihre Nase in das „aktive“ Loch erhält sie über den Katheter im Herzen Kokain verabreicht. Außerdem ertönt ein Laut und eine Lampe leuchtet auf. Die Ratte lernt, sich selbst Kokain zu verabreichen. Es werden maximal 25 Injektionen pro Stunde verabreicht, um die Substanz nicht überzudosieren. Dieses „Training“ erfolgt über 10-12 Tage. Kontrolltiere erhalten statt Kokain eine wirkungslose Kochsalzlösung. Am Tag nach Ende des Trainings und 45 Tage danach werden die Tiere wieder in die Box gesetzt. Alles ist so wie vorher, nur wird kein Kokain verabreicht. Anschließend werden jeweils einige Ratten getötet, um ihre Gehirne zu untersuchen.

In 6 verschiedenen Versuchsanordnungen werden die Ratten vor oder während des „Trainings“ über die Kanüle im Gehirn Virenbestandteile injiziert, die die Produktion bestimmter Enzyme anregen oder hemmen.

Bereich: Suchtforschung

Originaltitel: Dnmt3a2 in the Nucleus accumbens shell is required for reinstatement of cocaine seeking

Autoren: Nazzareno Cannella (1)*, Ana M.M. Oliveira (2)*, Thekla Hemstedt (2)*, Thomas Lissek (2), Elena Buechler (1), Hilmar Bading (2), Rainer Spanagel (1)

Institute: (1) Institut für Psychopharmakologie, Zentralinstitut für Seelische Gesundheit, J5, 68159 Mannheim, (2) Institut für Neurobiologie, Interdisziplinäres Zentrum für Neurowissenschaften (IZN), Universität Heidelberg, Mannheim

Zeitschrift: The Journal of Neuroscience 2018; 38(34): 7516-7528

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5252

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Niedersächsischen Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit (LAVES) unter der Nummer 33.19-42502-04/1736 genehmigt. Es werden 61 Milch gebende Kühe der Rasse Holstein verwendet. Die Tiere werden in vier Gruppen eingeteilt. Zwei Gruppen erhalten Futter in unterschiedlichen Zusammensetzungen mit dem Pestizid Glyphosat angereichert, zwei Gruppen erhalten Futter ohne Glyphosat. Das Experiment erstreckt sich über 16 Wochen. In dieser Zeit werden 5 Mal Blutproben aus einer Halsvene genommen. Außerdem werden dreimal Gewebestücke aus der Leber entnommen. Dazu wird der unbetäubten Kuh die Haut lokal betäubt und eine Biopsienadel wird durch die Haut in die Leber gestochen. Das weitere Schicksal der Kühe wird nicht erwähnt.

Bereich: Tierernährung, Nutztierwissenschaften, Toxikologie, Umwelttoxikologie

Originaltitel: Effects of glyphosate residues and different concentrate feed proportions in dairy cow rations on hepatic gene expression, liver histology and biochemical blood parameters

Autoren: Ann-Kathrin Heymann (1), Karina Schnabel (1), Fabian Billenkamp (1)*, Susanne Bühler (1), Jana Frahm (1), Susanne Kersten (1), Liane Hüther (1), Ulrich Meyer (1), Dirk von Soosten (1), Nares Trakooljul (2), Jens Peter Teifke (3), Sven Dänicke (1)

Institute: (1) Institut für Tierernährung, Friedrich-Loeffler-Institut (FLI), Bundesforschungsinstitut für Tiergesundheit, Bundesallee 37, 38116 Braunschweig, (2) Institut für Genombiologie, Leibniz-Institut für Nutztierbiologie (FBN), Dummerstorf, (3) Abteilung für tierexperimentelle Tierhaltung und Biosicherheit, Friedrich-Loeffler-Institut (FLI) - Bundesforschungsinstitut für Tiergesundheit, Greifswald – Insel Riems

Zeitschrift: PLOS One 2021; 16(2): e0246679

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5251

Versuchsbeschreibung: Genehmigt werden die Versuche vom Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz (LANUV) Recklinghausen. Mäuse verschiedener Stämme werden von Janvier Labs (Wildtyp) und Jackson Laboratories (Rosa-tdTomato) bezogen. Außerdem werden Wildtyp-Mäuse mit gentechnisch veränderten Tieren verpaart, um Mäuse zu bekommen, bei denen ein bestimmtes Gen defekt ist (Pten-flox). Ihnen fehlt die Hemmung eines Signalweges, was zu beschleunigtem Gewebewachstum und damit u.a. zu verstärkter Tumorentstehung führt. Mäuse (Pten-flox) werden am ersten Lebenstag mit einem Gas narkotisiert und ihr Kopf wird in einen sogenannten stereotaktischen Rahmen gespannt. Die Kopfhaut wird mittig aufgeschnitten. Bei den neugeborenen Mäusen wird die noch dünne Schädeldecke mit Kanülen an zwei Stellen durchstochen. Über die Kanülen wird eine Flüssigkeit ins Gehirn gespritzt. Diese enthält eine von zwei Substanzen, die Gewebe fluoreszieren lassen und sogenannte Virus-Vektoren, die diese Substanzen im Erbgut der Nervenzellen einbauen.

7 Wochen später wird bei den Tieren künstlich das Rückenmark geschädigt. Dafür wird unter Narkose die Rückenhaut aufgeschnitten. Das Dach des 8. Brustwirbels wird entfernt und das Rückenmark auf einer Breite von 0,1 mm mit einer Pinzette für 2 Sekunden gequetscht. Anschließend wird die Wunde verschlossen.

30 Minuten nach der Verletzung des Rückenmarks werden einige der Mäuse - weiterhin unter Narkose - erneut in den stereotaktischen Rahmen gespannt. Die Schädelhaut wird mittig aufgeschnitten und mit einem Bohrer zwei 0,5 mm große Löcher in den Schädel gebohrt. Eine Lösung wird ins Gehirn gespritzt, die wiederum Virus-Vektoren enthält, diesmal zusammen mit einem Eiweiß, welches Wachstum und Differenzierung von Körperzellen reguliert.

6 Wochen später werden einige der Mäuse, die auch das Eiweiß bekommen haben, erneut in Narkose gelegt und in den Rahmen gespannt. Genau an derselben Stelle wie das Eiweiß wird ihnen ein Nervengift ins Gehirn gespritzt. Zusätzlich bekommen sie ein Mittel in die Bauchhöhle.

Erwachsene Mäuse werden über eine Spritze in den Bauchraum narkotisiert und ihr Kopf in den stereotaktischen Rahmen gespannt. Die Schädelhaut wird mittig aufgeschnitten und ein Loch in den Knochen gebohrt, durch das ein Mittel zur Darstellung von Nervenendigungen gespritzt wird. Anschließend wird das Loch wieder vernäht. Ob diese Mäuse auch eine Verletzung des Rückenmarks bekommen, wird nicht erwähnt.

Wildtyp-Mäuse bekommen virale Vektoren ohne weitere Zusätze in den Glaskörper der Augen gespritzt. Drei Wochen später werden sie auf nicht genannte Weise für weitere Untersuchungen getötet.

Tiere einer anderen Mäusegruppe (Rosa-tdTomato) werden in Narkose gelegt und ihre Köpfe in den Rahmen gespannt. Die Haut wird über der Schädelmitte aufgeschnitten und ein 2 x 2 mm großes Loch gebohrt. Ein Gemisch aus Virus-Vektoren und fluoreszierender Substanz wird auf beide Seiten des Hirnstammes gespritzt. Die Wunde wird verschlossen. Auch hier wird nichts über ihren weiteren Verbleib geschrieben.

Zur Testung des Bewegungsverhaltens der Mäuse werden diese einzeln in ein rundes, offenes Feld gesetzt, das von allen Seiten mit einer 30 cm hohen Plexiglasscheibe umgeben ist. Bewertet werden nach dem sogenannten „Basso Mouse Scale“ Bewegungen bzw. Stellung von Fuß, Schwanz und Rumpf sowie Koordination und Schrittmuster. Untersucht wird die Bewegung vor der Verletzung, an den Tagen 1, 3, 7 und danach über acht Wochen wöchentlich.

8 Wochen nach der Verletzung des Rückenmarks müssen die Mäuse auf einen sogenannten Catwalk laufen. Dies ist ein schmaler Korridor mit einer Glasplatte und einer darunter befindlichen Kamera, die das Laufmuster der Tiere aufzeichnet. Jedes Tier muss dreimal den Laufsteg überqueren. Alle Tiere bekommen im Anschluss unter Narkose eine Formaldehydinjektion ins Herz gespritzt. Gehirn und Rückenmark werden für weitere Untersuchungen entnommen.

Eine unbekannte Anzahl an Tieren stirbt während oder nach den Operationen. Die Autoren nennen nur als Beispiel Blasenprobleme. 3 Mäuse werden aufgrund nicht kompletter Quetschung des Rückenmarks vom Versuch ausgeschlossen. Was mit ihnen geschieht, wird nicht erwähnt. Vermutlich werden sie getötet.

Gefördert wurde die Arbeit von der Deutschen Forschungsgemeinschaft.

Bereich: Neuropathologie, Neurologie, Traumatologie

Originaltitel: Transneuronal delivery of hyper-interleukin-6 enables functional recovery after severe spinal cord injury in mice

Autoren: Marco Leibinger, Charlotte Zeitler, Philipp Gobrecht, Anastasia Andreadaki, Günter Gisselmann, Dietmar Fischer*

Institute: Lehrstuhl für Zellphysiologie, Fakultät für Biologie und Biotechnology, ND/4, Ruhr-Universität Bochum, Universitätsstraße 150, 44780 Bochum

Zeitschrift: Nature Communications 2021; 12: 391

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5250

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Regierungspräsidium in Oberbayern unter der Nummer ROB-55.2-2532.Vet_02-17-231 genehmigt. Meerschweinchen der Rasse Dunkin-Hartley von Envigo Laboratories werden mittels einer Spritze in die Muskulatur in Narkose gelegt. Die beiden Schilddrüsenlappen an der Halsunterseite werden „chirurgisch freigelegt“, also die Haut wird aufgeschnitten und die Muskulatur zur Seite geschoben (oder durchschnitten). Die versorgenden Gefäße des einen Schilddrüsenlappen werden mit Elektrokoagulation verödet und das Organ für weitere Untersuchungen entfernt. Die Gefäße des anderen Schilddrüsenlappens werden mit blauem Laserlicht verödet. Die Meerschweinchen werden mit einer nicht genannten Methode getötet.

Zusätzlich zu den Tierversuchen gibt es eine Studie mit 23 Patienten, die an hereditärer hämorrhagischer Teleangiektasie (Morbus Osler) erkrankt sind. Bei ihnen kommt es aufgrund einer krankhaften Erweiterung von Blutgefäßen vor allem zu Nasenblutungen. Die Patienten dieser Studie bekommen mehrere Behandlungen ihrer Nasenschleimhäute mit blauem Laserlicht, was zu weniger häufigem Nasenbluten bei Reduktion von anderen Nebenwirkungen wie trockener Nase führt.

Bereich: Gefäßforschung, Hals-Nasen-Ohren-Heilkunde

Originaltitel: Safety and efficacy of blue light laser treatment in hereditary hemorrhagic telangiectasia

Autoren: Mattis Bertlich (1)*, Fatemeh Kashani (1), Bernhard G. Weiss (1), Robert Wiebringhaus (1), Friedrich Ihler (1), Saskia Freytag (2), Olivier Gires (1,3), Thomas Kühnel (4), Frank Haubner (1)

Institute: (1) Klinik und Poliklinik für Hals-Nasen-Ohren-Heilkunde, Klinikum der Universität München, Marchioninistr. 15, 81377 München, (2) Epigenetics and Genomics, The Harry Perkins Institute of Medical Research, Perth, Australien, (3) KKG (Klinische Kooperationsgruppe) Personalisierte Radiotherapie bei Kopf-Hals-Tumoren, LMU Klinik und Poliklinik für Strahlentherapie und Radioonkologie, Helmholtz Zentrum, München, (4) Klinik und Poliklinik für Hals-Nasen-Ohren-Heilkunde, Universitätsklinikum Regensburg, Regensburg

Zeitschrift: Lasers in Surgery and Medicine 2020; doi: 10.1002/lsm.23289

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5249

Versuchsbeschreibung: Genehmigt werden die Versuche vom Niedersächsischen Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit (LAVES, Genehmigungsnummer: 33.12-42502-04-15/1827). Befruchtete Eier der Hühnerrassen Ross 308 (Masthuhn-Rasse), Lohmann Brown (Legehuhn-Rasse), Lohmann Dual (Zweinutzungshuhn) stammen von der BWE Brüterei Weser-Ems, dem Geflügelzuchtbetrieb Gudendorf-Ankum und der Lohmann Tierzucht GmbH in Cuxhaven. Zusätzlich werden weiße Hühner der Rasse Leghorn verwendet, die unter sterilen Bedingungen aufgezogen werden, also ohne Kontakt zu Pilzen, Bakterien, Viren. Sie stammen von VALO Biomedica GmbH in Osterholz-Scharmbeck. Gehalten werden die Tiere in Gruppen von 60 Tieren pro Rasse an der Klinik für Geflügel an der Tierärztlichen Klinik in Hannover. Für die eigentlichen Versuche werden pro Rasse je 48 Tiere in 2 Gruppen zu 24 Hühnern aufgeteilt (experimentelle Gruppe und Kontrollgruppe). Im Alter von 7 - 35 Tagen wird zweimal bei je 10 Tieren pro Rasse auf nicht beschriebene Weise eine Blutprobe genommen. Am 28. oder 35. Lebenstag bekommen die Hühner mittels einer Kanüle eine Lösung mit abgeschwächten Viren (experimentelle Gruppe) oder eine virusfreie Lösung (Kontrollgruppe) direkt in den Kropf eingegeben. Der Wildtyp dieses Virus ist Verursacher der Infektiösen Bursitis, einer Hühnerkrankheit. Die Bursa ist ein besonderes Organ bei Geflügel, welches sich im Bereich der Kloake befindet und eine wichtige Rolle für das Immunsystem spielt. Erkrankte Tiere zeigen Unruhe, Appetitlosigkeit, gesträubtes Gefieder, Durchfall, Austrocknung und Zittern. In 30 % der Fälle führt die Infektion zum Tod. Nach der künstlichen Infektion werden die Hühner täglich auf Krankheitsanzeichen untersucht. Alle 7 Tage (bis 28 Tage nach Infektion) werden je 6 Tiere pro Gruppe auf nicht genannte Weise für weitere Untersuchungen getötet. Alle Tiere zeigen äußerlich keine Krankheitssymptome, aber zum Teil Veränderungen in Milz und Bursa.

Die Studie wurde finanziert von der Landwirtschaftlichen Rentenbank, Boehringer Ingelheim Vetmedica GmbH, Big Dutchman International GmbH, Lohmann Tierzucht GmbH.

Bereich: Tierseuchenforschung

Originaltitel: Genotype-associated differences in bursal recovery after infectious bursal disease virus (IBDV) inoculation

Autoren: Marina Dobner (1), Monika Auerbach (1), Egbert Mundt (2), Wiebke Icken (3), Silke Rautenschlein (1)*

Institute: (1) Klink für Geflügel, Tierärztliche Hochschule Hannover, Bünteweg 17, 30559 Hannover, (2) Forschungszentrum für Tiergesundheit GmbH Co. KG, Boehringer Ingelheim, Hannover, (3) Lohmann Tierzucht GmbH, Cuxhaven

Zeitschrift: Veterinary Immunology and Immunopathology 2020; 220: 109993

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5248

Versuchsbeschreibung: Genehmigt werden die Versuche vom Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen (LANUV, Ref.-Nr. 84-02.04.2015.A439). Die Meerschweinchen werden in 4 gemischtgeschlechtlichen Kolonien geboren und gehalten. Für die Studie werden 46 männliche Meerschweinchen aus verschiedenen Würfen verwendet, die ab einem Alter von 28 Tagen entweder der Paar- oder Koloniehaltung zugewiesen werden. Die Paarhaltung (15 Männchen) erfolgt in einem 0,5 qm großen Gehege mit jeweils einem etwa gleich alten unbekannten Weibchen. Die Tiere der Gruppe „Koloniehaltung“ (31 Tiere) werden von ihrer Geburtskolonie in eine andere Kolonie gebracht.

Im Alter von etwa 8 Monaten werden die Männchen der Paarhaltung und 16 Meerschweinchen der Koloniehaltung jeweils zusammen mit einem unbekannten Weibchen für 30 Tage in ein neues 0,5 qm großes Gehege gesetzt. Dies wird nach einer Woche wiederholt. Die restlichen 15 Tiere aus der Gruppe „Koloniehaltung“ verbleiben in ihrer gewohnten Umgebung (Kontrollgruppe). Als Grund, dass keine Männchen aus der Paarhaltung in Gruppenhaltung wechseln, wird Tierschutz genannt, da es dadurch in früheren Studien zu großem Stress gekommen ist. Am Tag des Wechsels, sowie einen und drei Tage später wird das Körpergewicht bestimmt und Blutproben aus der großen Ohrvene für Hormonmessungen entnommen. Außerdem wird das Verhalten beobachtet.

Zusätzlich werden die Meerschweinchen der Gruppe Koloniehaltung und Paarhaltung ca. im 8. Lebensmonat für 2 Stunden alleine in eine unbekannte Umgebung gesetzt und es werden zu drei Zeitpunkten Blutproben aus der Ohrvene genommen. Was mit den Tieren nach dem Versuch geschieht, wird nicht erwähnt.

Gefördert wurde die Studie von der Deutschen Forschungsgemeinschaft.

Bereich: Verhaltenskunde

Originaltitel: Adaptive reshaping of the hormonal phenotype after social niche transition in adulthood

Autoren: Alexandra M. Mutwill (1,2)*, Tobias D. Zimmermann (1), Antonia Hennicke (1), S. Helene Richter (1,2), Sylvia Kaiser (1,2), Norbert Sachser (1,2)

Institute: (1) Abteilung für Verhaltensbiologie, Westfälische Wilhelms-Universität Münster, Badestr. 13, 48149 Münster, (2) Münster Graduate School of Evolution, Westfälische Wilhelms-Universität Münster, Münster

Zeitschrift: Proceedings Royal Society B 2020; 287: 20200667

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5247

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom niedersächsischen Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit (LAVES) genehmigt (02/558 und 04/913). Die Tiere stammen von Charles River WIGA GmbH in Sulzfeld.

Im Laufe des 48-tägigen Versuchs werden die Meerschweinchen für verschiedene Eingriffe insgesamt 7 Mal in Narkose gelegt. Dazwischen sind sie wach. Als erstes wird unter Narkose zum Nachweis der Hörfähigkeit bei allen Tieren ein sogenannter AABR-Test durchgeführt. Dafür wird ein Kopfhörer im äußeren Gehörgang der Tiere platziert und es werden Klick-Töne verschiedener Frequenzen abgespielt. Über unter die Haut gestochene Elektroden werden die Signale aufgezeichnet. Nach dieser Messung bekommen die Meerschweinchen das Antibiotikum Kanamycin unter die Haut und ein Entwässerungsmittel in die Halsvene gespritzt. In dieser Kombination töten die Medikamente die inneren und äußeren Haarzellen im Innenohr ab, die Tiere werden taub. Überprüft wird das Ergebnis mit der erneuten Durchführung des AABR-Tests 21 Tage nach der toxischen Innenohrschädigung. In derselben Narkose werden den Meerschweinchen auf einer Seite der Schädel über dem Innenohr aufgebohrt und eine Elektrodenplatte und ein Schlauch bis ins Innenohr geschoben. Der Schlauch ist mit einer Minipumpe verbunden, die den Tieren unter die Haut zwischen den Schulterblättern implantiert wird. Zusätzlich bekommen die Meerschweinchen auf nicht weiter beschriebene Weise Elektroden in die Hirnhaut gestochen, die über Halteschrauben am Schädel fixiert werden. Hinzu kommt ein Haltebolzen, der ebenfalls am Schädel befestigt wird. Das Loch im Schädel wird mit Zement verschlossen.

Jetzt und im Laufe der nächsten 4 Wochen erneut zu verschiedenen Zeitpunkten wird bei einem Teil der Tiere eine sogenannte Hirnstammaudiometrie durchgeführt. Dafür werden den Tieren (nicht erwähnt, aber vermutlich über Kopfhörer) Töne verschiedener Frequenzen vorgespielt und die Reaktion der Gehirnnerven über die implantierten Elektroden gemessen.

Es erfolgt eine Einteilung in Gruppen mit je 5-9 Meerschweinchen, jede Gruppe erhält eine andere Kombination an Therapien. Einige Gruppen bekommen die nächsten 4 Wochen lang über die Mikropumpe eine künstliche Flüssigkeit, die auch natürlicherweise im Innenohr vorhanden ist. Die anderen Gruppen erhalten ein Eiweiß, von dem man bereits weiß, dass es Nervenwachstum fördert. Bei einem Teil der Tiere wird drei Tage nach der Operation ein elektrischer Stimulator mittels des Haltebolzens auf dem Kopf fixiert. Über ihn erfolgt 24 Tage lang rund um die Uhr die elektrische Stimulation der ins Gehirn gestochenen Elektroden. Nach 48 Tagen wird bei allen Tieren erneut unter Narkose eine Hirnstammaudiometrie durchgeführt und die Meerschweinchen durch Spritzen einer Fixierlösung ins Herz getötet. Der Kopf der Tiere wird weiter untersucht.

Gefördert wurde die Arbeit von der Deutschen Forschungsgemeinschaft und Cochlear Ltd.

Bereich: Hörforschung, Hals-Nasen-Ohrenheilkunde

Originaltitel: Consecutive treatment with brain-derived neurotrophic factor and electrical stimulation has a protective effect on primary auditory neurons

Autoren: Verena Scheper (1,2)*, Ira Seidel-Effenberg (1), Thomas Lenarz (1,2), Timo Stöver (1,3), Gerrit Paasche (1,2)

Institute: (1) Klinik für Hals-Nasen-Ohrenheilkunde, Medizinische Hochschule Hannover, Carl-Neuberg-Str. 1, 30625 Hannover, (2) Exzellenzcluster „Hearing4all“, Medizinische Hochschule Hannover, Hannover, (3) Klinik für Hals-, Nasen-, Ohrenheilkunde, Universitätsklinikum Goethe-Universität Frankfurt, Frankfurt

Zeitschrift: Brain Sciences 2020; 10: 559

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5246

Versuchsbeschreibung: Genehmigt werden die Versuche vom Regierungspräsidium Tübingen (Genehmigungsnummer HOH 50/17 TE). Die weiblichen Hühner (158 Lohmann Brown Classic und 144 Lohmann LSL Classic) werden von Lohmann Tierzucht GmbH in Cuxhaven bezogen und in der Versuchsstation Agrarwissenschaften der Universität Hohenheim (Unterer Lindenhof, Eningen) aufgezogen. Hier wird auch die Studie durchgeführt.

Für die eigentlichen Versuche werden im Alter von 27 Wochen pro Rasse 40 Tiere ausgewählt, Die Hennen werden einzeln in metabolische Käfige von 1 x 1 x 1 Meter gesetzt. Die Käfige befinden sich in fensterlosen Räumen mit künstlicher Beleuchtung und besitzen einen Drahtgitterboden, um Exkremente aufsammeln zu können. Es besteht Sichtkontakt zu jeweils einer anderen Henne. Gruppenweise bekommen die Hennen eines von vier Versuchsfuttern, die sich im Phosphor- und Kalziumgehalt unterscheiden (normaler Phosphor- und Kalziumgehalt, zu wenig Phosphor- und Kalzium, zu wenig Phosphor oder zu wenig Kalzium). Die Fütterung erfolgt 4 Wochen lang, d.h. die Tiere verbleiben in dieser Zeit einzeln in den Käfigen. Drei Wochen nach Start der Futterversuche wird aus der Flügelvene Blut genommen. Eine Woche später werden die Tiere mit Gas in Narkose gelegt, durch Köpfen getötet und verschiedene Organe für weitere Untersuchungen entnommen.

Bereich: Tierernährung

Originaltitel: Immunomodulatory effects of dietary phosphorus and calcium in two strains of laying hens

Autoren: Tanja Hofmann, Sonja Schmucker, Vera Sommerfeld, Korinna Huber, Markus Rodehutscord, Volker Stefanski*

Institute: Institut für Nutztierwissenschaften, Universität Hohenheim, Emil-Wolff-Str. 8, 70599 Stuttgart

Zeitschrift: Animals 2021, 11(1): 129

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5245

Versuchsbeschreibung: Genehmigt werden die Versuche von der zuständigen Behörde in Mecklenburg-Vorpommern (LALLF M-V). Es werden zwei unterschiedlich gentechnisch veränderte Zebrafischstämme verwendet, die von Dr. C. Englert (Jena) und Dr. B. Anand-Apte (Cleveland, USA) bezogen werden. Hinzu kommen Fischlarven aus der eigenen Zucht. Dafür werden Zebrafische in kleinen Gruppen in Paarungsbecken über Nacht zusammengehalten, die Eier am Morgen eingesammelt und aus ihnen Larven unter künstlichen Bedingungen aufgezogen. Am 7. und 8. Lebenstag wird einem Teil der Larven dem Wasser für insgesamt 48 Stunden in drei verschiedenen Konzentrationen ein Chemotherapeutikum (Adriamycin) hinzugefügt. Eine Gruppe von Larven dient als Kontrolle und bekommt kein Mittel ins Wasser. Nach den 2 Tagen wird das Wasser dreimal gewechselt, um das Medikament auszuwaschen. Je ein Teil der gentechnisch veränderten Larven wird vor der Behandlung, nach 24 bzw. 48 Stunden Medikamentenbehandlung und nach der Auswaschung des Mittels unter Narkose mikroskopisch untersucht. Im Anschluss werden die Fische mit einer Überdosis Narkosemittel getötet und untersucht.

Gefördert wurde die Studie vom BMBF.

Bereich: Nierenforschung

Originaltitel: Adriamycin does not damage podocytes of zebrafish larvae

Autoren: Maximilian Schindler (1), Antje Blumenthal (1), Marcus Johannes Moeller (2), Karlhans Endlich (1), Nicole Endlich (1)*

Institute: (1) Institut für Anatomie und Zellbiologie, Universitätsmedizin Greifswald, Friedrich-Loeffler-Str. 23c, 17487 Greifswald, (2) Medizinische Klinik II – Nephrologie und Klinische Immunologie, RWTH Universitätsklinikum Aachen, Aachen

Zeitschrift: PLoS ONE 2020; 15(11): e0242436

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5244